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要理解大脑如何工作，我们既需要知道细胞的分子身份（神经元是兴奋性还是抑制性？表达何种神经肽？），也需要知道它们的超微结构（突触连接如何形成？细胞器如何分布？）。然而，将这两者在同一组织中以三维、大体积、高分辨率的方式结合起来，是长期存在的技术挑战。主流方法中，免疫标记通常需要去污剂破膜，这会严重破坏超微结构；而电子显微镜虽能提供纳米级细节，却缺乏分子特异性。2026年4月27日发表于 Nature Communications 的一项研究中，哈佛大学Jeff Lichtman团队与SomaLogic公司合作，推出了一种名为 CAptVE 的新方法。该方法使用慢解离率修饰适配体（slow off-rate modified aptamers, SOMAmers） 作为亲和试剂，在完全不使用去污剂的条件下对脑组织进行荧光标记，随后可直接进行适用于卷电镜（volume electron microscopy） 的超微结构重建。这一技术为将丰富的分子信息融入连接组学研究中开辟了实用路径。

研究亮点速览

1. 技术命名：CAptVE – 用于超微结构可重建电镜图像的细胞荧光适配体标记法。

2. 核心材料：使用SOMAmer（慢解离率修饰适配体），一种比普通适配体或抗体具有更高亲和力和特异性的核酸探针。

3. 关键创新：完全避免去污剂 – 标记过程在固定、透化（非离子洗涤剂替代品或无透化步骤）后进行，从而最大程度保存细胞膜、细胞器和细胞外基质的天然超微结构。

4. 广谱适用：可针对多种生物标志物（包括细胞内和细胞外靶点）进行标记，例如用于神经元亚型标记的SST（生长抑素）和突触蛋白。

5. 集成工作流：标记后的样品可直接进行配套电镜体积成像（如阵列断层扫描或聚焦离子束扫描电镜），然后用计算机算法将荧光信号与电镜图像叠加，实现分子信息与超微结构的空间对齐。

6. 应用验证：在转基因小鼠的特定神经元群体（SST-Cre;INTACT小鼠）中验证了CAptVE的选择性和超微结构保存质量。

背景：为什么现有方法在“分子+结构”上总是二选一？

理想目标：对厚块（毫米级）组织进行三维电镜重建，其中每个细胞器、每条突触都清晰可见，同时每种细胞类型、每个突触前或突触后蛋白都被荧光标记——这要求荧光标记不能破坏电镜质量。

主要障碍：传统免疫标记依赖于去垢剂（如Triton X-100）在细胞膜上打孔，让抗体进入。但去垢剂提取脂质、破坏膜结构、使细胞器肿胀，导致电镜下超微结构严重受损——对于连接组学研究而言是不可接受的。

CAptVE方法：去污剂-free的适配体标记

▶ 什么是SOMAmer？

• SOMAmer = Slow Off-rate Modified Aptamer

• 基础：单链DNA或RNA适配体，通过指数富集配体系统进化技术（SELEX）筛选获得。

• 独特修饰：在碱基上增加疏水修饰，使其与靶蛋白的结合解离速率极慢（半衰期可达数小时），远优于普通适配体。

• 优势：

  • 比抗体小得多（~10-20 kDa vs. ~150 kDa），更容易渗透致密组织。

  • 化学合成，批次间一致性好。

  • 可在无去垢剂条件下使用，因为其本身具有足够高的亲和力，且可在温和的透化条件（如低浓度皂苷或游离冻融循环）下进入细胞。

▶ CAptVE流程（四步）

1. 固定：用多聚甲醛（PFA）或戊二醛固定组织，保存超微结构。

2. 温和透化：使用非离子型表面活性剂或物理方法（如反复冻融）使SOMAmer进入细胞，避免使用破坏膜结构的去垢剂。

3. SOMAmer孵育：将荧光标记的SOMAmer与组织共孵育。由于SOMAmer的小尺寸和修饰赋予的高亲和力，可在短时间内均匀渗透几百微米厚的组织块。

4. 体积电镜：标记后的组织经重金属染色（如锇、铅）增强衬度，包埋，切片，用阵列断层扫描或聚焦离子束扫描电镜（FIB-SEM）成像。

5. 叠加：在切片前或切片过程中采集荧光图像（用荧光显微镜），然后与电镜图像进行计算机对齐，使每个荧光点的三维位置落到电镜体积中的特定膜或细胞器上。

验证实验：标记抑制性中间神经元亚型

模型系统：SST-Cre;INTACT小鼠（生长抑素阳性神经元核被生物素标记）。

靶点：利用SST-Cre表达的特异性，研究者设计了一个针对Cre重组酶的SOMAmer，间接标记所有的SST神经元。

结果：

• 荧光成像：清晰的、细胞体完整的SST神经元标记，背景极低。

• 电子显微镜：神经元内部超微结构表现优异——线粒体嵴清晰、高尔基体形态正常、突触小泡密集、突触后致密物质（PSD）完整，未出现去垢剂引起的膜起泡或空泡化。

• 对齐验证：荧光点的三维位置与电镜中该神经元的轮廓高度吻合，证明了方法的可靠性。

定量优势：对比传统免疫标记

对连接组学和神经科学的意义

1. “上色”的连接组：目前最先进的连接组学（如FlyWire、MICrONS）可重建数以万计的突触连接，但不知道每个神经元的确切分子类型（例如，它是表达SST的抑制性神经元，还是表达PV的？是接受多巴胺能输入的还是不去？）。CAptVE允许在同一个连接组数据集中，直接“染色”特定的遗传定义或分子定义的神经元群体，大大增强了连接组的功能注释能力。

2. 突触类型的分子解析：可以在电镜下区分兴奋性与抑制性突触（通过标记vGlut或VGAT），甚至可以区分多巴胺能、胆碱能或血清素能突触。这为理解神经环路中的递质共定位和突触特异性提供了前所未有的工具。

3. 病理学研究：可在同一块阿尔茨海默病或帕金森病样本中，同时标记淀粉样蛋白β（或磷酸化tau）和突触蛋白，然后观察在超微结构层面，病理蛋白与特定突触类型或细胞器的空间关系——无需使用可能改变病理结构的去垢剂。

当前局限与未来方向（基于摘要与作者单位推断）

• 靶点开发成本：SOMAmer此前主要由SomaLogic公司商业化开发（用于蛋白质组学）。每个新靶点都需要经过筛选，时间与费用高于购买商品化抗体。但本技术证明，一旦拥有，其在电镜标记中的优势显著。

• 细胞内 vs. 细胞外靶点：对于细胞核或细胞质中的靶点，仍需要温和透化步骤（但已证明不会像去垢剂那样严重破坏超微结构）。对于细胞表面或分泌蛋白，甚至可以完全无透化。

• 多重标记扩展：目前演示了单色标记。理论上可用不同荧光染料（如不同发射波长）结合不同SOMAmer进行多重标记，再用光谱分离成像。未来有望实现10色以上的分子面板。

• 与膨胀显微镜结合：将CAptVE标记的组织进行膨胀处理（expansion microscopy），再行电镜，可能进一步突破分辨率极限。

作者与资助

• 通讯作者：Xiaotang Lu（现伊利诺伊大学厄巴纳-香槟分校）、Jeff W. Lichtman（哈佛大学）

• 第一作者：Xiaotang Lu（哈佛期间）、Yuelong Wu

• 重要合作：SomaLogic公司（提供SOMAmer试剂与技术支持）、Google Research（提供计算对齐工具）

• 核心资助：美国国立卫生研究院（NIH）BRAIN计划（K99MH128891, R00MH128891, U19NS104653, UG3MH123386）

论文信息

原文标题：Probing molecular diversity and ultrastructure of brain cells with fluorescent aptamers
作者：Lu, X., Wu, Y., Li, P.H. et al.
期刊：Nature Communications (2026)
DOI：10.1038/s41467-026-72180-7
开放获取：CC BY-NC-ND 4.0（允许非商业性分享，不得改编，不得用于商业目的）

BIOGUIDER.COM 编辑按：
本文是方法学驱动型研究的典范。它解决的不是一个具体的生物学问题，而是一个长期存在的技术瓶颈：如何在保持超微结构完整性的前提下，对厚组织进行高特异性的分子标记。CAptVE 的命名有望成为连接组学工具箱中的新成员。对于从事电镜体积成像、神经环路重建和病理超微结构研究的读者，本文最值得借鉴的部分是无去垢剂透化与SOMAmer渗透的条件（详见原文方法部分）。一个广阔的开放性问题：是否可以将CAptVE扩展为活细胞标记（在固定前用荧光SOMAmer标记表面蛋白），然后再进行灌注固定与电镜，从而将动态功能成像与静态超微结构直接关联？这可能会开启“动态连接组学”的新篇章。

专业术语快速索引

• CAptVE：使用慢解离率修饰适配体（SOMAmer）进行细胞荧光标记，适用于后续体积电镜成像的方法。

• SOMAmer：慢解离率修饰适配体，一种具有极高亲和力和化学修饰的核酸探针。

• 体积电镜 (vEM)：能够以纳米分辨率成像毫米级三维组织块的电子显微镜技术（如阵列断层扫描、FIB-SEM、SBF-SEM）。

• 连接组学 (Connectomics)：绘制神经系统中所有连接的图谱。

• 去污剂-free：在本研究中特指避免使用破坏膜超微结构的强去垢剂（如Triton X-100）。